Features of the microbial landscape ‘border’ of burn wounds in different phases of wound process

Background. The research objective is an analysis of the species composition of bacterial flora of ‘border’ burn wounds in the different phases of wound process. Methods. It was conducted the analysis of 571 studies results of microbiological composition of bacterial flora in surface burns in 509 patients. Time of biomaterial sampling ranged from 1 to 60 days after injury. Species identification and antibiotic sensitivity of the isolated microorganisms was determined spectrophotometrically. Results. It was found 50 species of pathogenic and conditionally pathogenic flora in traumatic discharge. Microbial wounds landscape was varied and presented to gram-positive and gram-negative flora, but the dominant species were Staphylococcus aureus and Pseudomonas aureginosa. Dissemination of conditionally pathogenic flora to the surrounding skin on the surface of the deified is the main route of contamination of wounds in the first days after the injury. When analyzing antibiotic grams strains of Staphylococcus epidermidis and Staphylococcus haemolyticus, sown in the first day, were susceptible to methicillin, oxacilline, cefazolin, and micro-organisms found in the later periods were resistant to these antibiotics. conclusions. Saprophytic and conditionally pathogenic flora, often represented by associations, less monoculture prevails in the first phase of wound process in the ‘border’ burn wound. Methicillinresistant staphylococci, gram-negative bacteria and P. aureginosa Acinetobacter baumannii dominates, and the amount of associative flora increases at the second and third phases of wound process in the ‘border’ burn wound. Most often in the ‘boundary’ burn wounds in the second and third phases of wound healing are encountered S. aureus, P. aureginosa and A. baumannii - 65,8 % of all pathogens. These pathogens are the most clinically important in the regeneration phase and the epithelialization.

burn wound, bacterial flora, monoculture, microbial associations

1. Алексеев А.А., Крутиков М.Г., Яковлев В.П. Ожоговая инфекция. Этиология, патогенез, диагностика, профилактика и лечение. М.: Вузовская книга, 2010. 416 с.

2. Алексеев А.А., Бобровников А.Э., Хунафин С.Н. Лечение поверхностных и пограничных ожоговых ран с применением современных раневых повязок // Медицинский вестник Башкортостана. 2013. Т. 8, № 3. С. 25-30.

3. Андреева С.В., Бахарева Л.И., Нохрин Д.Ю. Видовой состав микрофлоры ожоговых ран пациентов Челябинского областного ожогового центра // Вестник Челябинского государственного университета. 2013. № 7 (298). С. 58-59.

4. Биосовместимые материалы: учебное пособие / под ред. В.И. Севастьянова и М.П. Кирпичникова. М.: МИА, 2011. 560 с.

5. Воробьева О.Н. Этиология гнойно-септических процессов у ожоговых больных // Бюллетень СО РАМН. 2010. Т. 30, № 6. С. 57-63.

6. Голубкова А.А., Трофимова Ю.Ю., Багин В.А. Клиническое значение микробиологического мониторинга в системе эпидемиологического надзора за гнойно-септическими инфекциями в отделении реанимации и интенсивной терапии ожогового центра // Медицинский альманах. 2014. № 4 (34). С. 38-41.

7. Зиновьев Е.В., Чичков О.В., Коваленко А.В., Коновалов С.В. Экспериментально-клиническая оценка эффективности местного лечения ожоговых ран мазью сульфадиазина серебра с эпидермальным фактором роста // Медицина XXI век. 2007. № 8, ч. 9. С. 48-54.

8. Самарцев В.А., Еньчева Ю.А., Кузнецова М.В., Карпунина Т.И. Особенности инфицирования ожоговых ран // Новости хирургии. 2014. Т. 22, № 2. С. 199-206.

9. Сахаров С.П., Козлов Л.Б., Иванов В.В. Анализ микробного пейзажа раневой инфекции при тяжелой термической травме у детей // Фундаментальные исследования. 2013. № 9. С. 468-471.

10. Яковлев С.В. Системная антибактериальная терапия ожоговой болезни // Фундаментальные исследования. 2013. № 3, ч. 1. С. 184-188.

11. Alp Meşe E., Çoruh A., Günay G.K. [et al.] Risk factors for nosocomial infection and mortality in burn patients: 10 years of experience at a university hospital // J. Burn Care Res. 2012. Vol. 33, No. 3. P. 379-385.

12. Chong S.J., Ahmed S., Tay J.M. [et al.] 5 year analysis of bacteriology culture in a tropical burns // Burns. 2011. Vol. 37. No. 8. P. 1349-1353.

13. Taneja N., Chari P, Singh M. [et al.] Evolution of bacterial flora in burn wounds: key role of environmental disinfection in control of infection // Int. J. Burns Trauma. 2013. Vol. 18, No. 2. P. 102-107.

14. Tekin R., Dal T., Bozkurt F. Risk factors for nosocomial burn wound infection caused by multidrug resistant Acinetobacter baumannii // J. Burn Care Res. 2014. Vol. 35, No. 1. P. 73-80.

15. Vural M.K., Altoparlak U., Celebi D., Akcay M.N. Comparison of surface swab and quantitative biopsy cultures dependent on isolated microorganisms from burn wounds // Eurasian J. Med. 2013. Vol. 45, No. 1. P 34-38.